Técnicas. 3º Trimestre.

• Reconocimiento de los glúcidos:

Materiales: 

-Gradilla
-10 tubos de ensayo
-Pinza
-Mechero de alcohol
-Pipeta de 2ml
-Pipeta de 10ml
-Pipeteador automático
-Soluciones al 5% de glucosa, almidón, fructosa, lactosa, sacarosa
-Reactivos de Felhing A y B

Técnica:  

Hemos cogido con la pipeta 3mL del glúcido que corresponda, lo hemos mezclado con Fehling A (1mL) y Fehling B (1mL). A continuación lo hemos agitado levemente y después lo hemos  calentado en el mechero, si se vuelve de color rojo el glúcido es reductor y si se vuelve de color verde no es reductor.

Resultados: 

-Glucosa: Es reductor
-Almidón: No es reductor
-Fructosa: Es reductor
-Lactosa: Es reductor
-Sacarosa: No es reductor

Fehling (A y B).

Glucosa después del experimento. 

                              Almidón después del experimento. 

                       Fructosa (izquierda), lactosa (medio), sacarosa (derecha).

                                                            La sacarosa dio negativo.

• Lípidos (saponificación): 

Materiales:
-Un tubo de ensayo
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático
-Mechero Bunsen con bombona
-Base soporte 
-Nuez
-Aro metálico
-Rejilla de metal
-Vaso de precipitados
-Aceite-Hidróxido sódico (NaOH)

Técnica:
Mezclamos aceite y NaOH al 20% y agitamos, colocamos el tubo de ensayo al baño maría durante 20 ó 30 minutos y observamos que la mezcla trascurrido ese tiempo observamos los resultados.

Resultados: 
Observamos que pasado ese tiempo se produce en el tubo e¡de ensayo jabon y debajo de este aceite. 

Baño maría.

                                                               Parte superior: Jabón
                                                               Parte inferior: Aceite. 

• Tinción:

Materiales:
-Dos tubos de ensayo
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático-Aceite
-Tinta china
-Sudán

Técnica:

2 tubos de ensayo se llenan de aceite a 2mL y se añaden 4-5 gotas de sudan III al primer tubo, al segundo 4-5 gotas de tinta china y agitamos los dos y observamos. 

Resultados:  

-Aceite con sudan III: todo el aceite está teñido.

-Aceite con tinta roja: el aceite se ha ido hacia arriba y la tinta roja se ha ido hacia abajo.

• Solubilidad:

Materiales:-Dos tubos de ensayo
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático-Aceite
-Agua
-Acetona

Técnica:

Ponemos aceite en los 2 tubos de ensayo y ponemos en una de ellos 2mL de agua y en el otro disolvente orgánico (Acetona) , agitamos y observamos. 

Resultados: 
-Aceite con agua: el aceite se queda arriba y el agua abajo del tubo de ensayo.

-Aceite con acetona: el aceite y la acetona se mezclan.

• Coagulación de proteínas:

Materiales:
-Tres tubos de ensayo
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático
-Base soporte
-Nuez
-Aro metálico
-Rejilla metálica
-Mechero Bunsen
-Vaso de precipitados
-Ácido clorhídrico (HCl)
-Alcohol etílico

Técnica:

Colocamos 3 tubos de ensayo. Introducimos en ellos 2-3 mL de leche y uno de ellos lo calentamos al baño maría durante 20-30 minutos, a los demás les añadimos 2-3 mL de HCI concentrado y al otro 2-3 mL de alcohol etílico,agitamos los dos últimos y observamos los resultados.

Resultados:

La leche al baño maría y la de alcohol etílico no coagularon mientras la que pusimos HCI si coaguló. 

-1º Tubo de ensayo: Leche muy bien coagulada con HCI. (Derecha) 

-2ª Tubo de ensayo: leche con menos coagulación con alcohol etílico. (Izquierda) 

-Tubos al baño maría: Sin coagulación. 

• Reacciones coloreadas específicas (Biuret):

Materiales:
-Dos tubos de ensayo 
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático
-Solución de albúmina al 2%
-Sulfato de Cobre (SO4Cu) al 1%
-Hidróxido de Sodio (NaOH) al 20%
-Agua

Técnica:

Colocamos en un tubo de ensayo 3mL de albúmica al 2% y añadimos 4-5 gotas de SO4Cu al 1%, añadimos 3mL de solución de NaOH al 20% y agitamos para que se mezcle bien y observamos.

Resultados:

-Experimento primero sale positivo con un color morado.      

*Experimento control: Realizamos el mismo proceso que anteriormente sustituyendo albúmica por agua. Vemos que nos sale azul por lo tanto nos ha salido negativo. 

Tubo de ensayo derecha.

• Extracción de ADN: 

Materiales: 
-Pinzas.
-Tubo de ensayo.
-Pipeta.
-Disolución tampón (sal, bicarbonato,detergente,agua).
-Papel de filtro.
-Embudo.
-Alcohol etílico.
-Mortero. 

Técnica: 
Cogemos un trozo de riñón de cordero y lo machacamos, después preparamos la disolución tampon. A continuación machacamos y mezclamos el riñón con la disolución tampon y el liquido que nos sale de esa mezcla lo filtramos con papel de filtro y un embudo en un tubo de ensayo.

Cogemos 5mL de ese liquido y lo mezclamos con 7mL de alcohol etílico en un tubo de ensayo,lo dejamos reposar un rato y observamos la extracción de ADN. 

Resultados: 
Observamos como el alcohol etílico ha provocado que hilos se hayan desprendido del riñón machado y podamos ver el ADN de este. 

                                                         Riñón machacado en el mortero.

                                                               
                                                                   Parte superior: alcohol etílico.
                                                                   Parte inferior: riñón machacado.