Técnicas2. 3º Trimestre.

• Cromatografía:

Materiales:

-Mortero

-Acelgas

-Papel secante

-Arena

-Alcohol

-Embudo pequeño

-Placa de petri

-3mL de acetona

Técnica:

Machacamos las acelgas en el mortero con arena y añadimos alcohol, mezclamos y filtramos el liquido que nos ale con el papel en una probeta y después ponemos la solución en una placa de petri y ponemos un papel de filtro para hacer la comatografía, después hacemos otra comatografía con solución sin filtrar.

Hacemos el mismo proceso con la tiza. Con la solución que hemos filtrado añadimos 3mL de acetona y esperamos a ver si es miscible o no.

Resultados:

Observamos que no es miscible ya que se han unidos los dos líquidos sin dificultad. En las comatografías hemos visto una franja de clorofila A y B, de xantofila y carotina. 

Embudo filtrando la solución. 

Acelgas machacas y solución en la probeta. 

Tiza y cromatografías. 

Solución alcohólica con acetona. 

Técnicas2. 3º Trimestre.

• Acidificación: 

Materiales: 
-Hcl
-Agua
-Tomate cherry

Técnica: 
Mezclamos un 1mL de agua con 3mL de disolución de 0,2 molar de HCl y observamos que tiene un PH3. Con esta mezcla regamos las 3 plantas. Las 3 plantas se pulverizan cada día unas 9 veces.
*Experimento control:
El experimento control solamente se riega con agua. 

Resultados: 
Las plantas han quedado atrofiadas sin llegar a morir del todo. 

Tomates Cherry pulverizados con HCl.

• Mitosis de la raíz de  cebolla: 

Materiales:
-Microscopio                                      -Mechero de alcohol
-Portaobjetos                                     -Tijeras
-Cubreobjetos                                    -Papel de filtro
-Lanceta estéril                                  -Vidrio de reloj
-Cubeta de tinción                             -Orceina A y B                          
-Aguja enmangada
-Pinzas

Técnica: 
Se coge la cebolla y se corta 1cm de la raíz de esta se lava en agua y se coloca encima del papel de filtro para quitar el agua sobrante, después se coloca sobre el vidrio de reloj y se añaden unas gotas de orceina A y se calienta al mechero durante 8 minutos continuación se se limpia lo sobrante y se añaden gotas de orceina B durante 1 minuto y se observa al microscopio.

Resultados: 
Aparecen células en las que se distinguen las fases de la mitosis. 

Raíz con orceina A.

Raíces con orceina B. 

Raíz puesta para examinar

Células al microscopio.  

• Cultivo de microorganismos:  

Materiales:
-Placa de Petri
-Medios de cultivo (Agar-agar) 
-Estufa de cultivos 

Técnica: 
Calentamos el objeto con el que cogemos los microorganismos en el mechero. Una vez ya calentado  se coge la placa de petri con los microorganismos y se toman de este un pequeña cantidad, a continuación lo ponemos en contacto con el agar-agar sin llegar a apretar y lo tapamos. 

Resultados: 
Hemos observado que han salido colonias en el agar-ag

Elemento con el que se cogen los microorganismos. 

Microorganismos ya cultivados.

Microorganismos cultivados y el Agar-agar.

Agar-agar.

Técnicas. 3º Trimestre.

• Reconocimiento de los glúcidos:

Materiales: 

-Gradilla
-10 tubos de ensayo
-Pinza
-Mechero de alcohol
-Pipeta de 2ml
-Pipeta de 10ml
-Pipeteador automático
-Soluciones al 5% de glucosa, almidón, fructosa, lactosa, sacarosa
-Reactivos de Felhing A y B

Técnica:  

Hemos cogido con la pipeta 3mL del glúcido que corresponda, lo hemos mezclado con Fehling A (1mL) y Fehling B (1mL). A continuación lo hemos agitado levemente y después lo hemos  calentado en el mechero, si se vuelve de color rojo el glúcido es reductor y si se vuelve de color verde no es reductor.

Resultados: 

-Glucosa: Es reductor
-Almidón: No es reductor
-Fructosa: Es reductor
-Lactosa: Es reductor
-Sacarosa: No es reductor

Fehling (A y B).

Glucosa después del experimento. 

                              Almidón después del experimento. 

                       Fructosa (izquierda), lactosa (medio), sacarosa (derecha).

                                                            La sacarosa dio negativo.

• Lípidos (saponificación): 

Materiales:
-Un tubo de ensayo
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático
-Mechero Bunsen con bombona
-Base soporte 
-Nuez
-Aro metálico
-Rejilla de metal
-Vaso de precipitados
-Aceite-Hidróxido sódico (NaOH)

Técnica:
Mezclamos aceite y NaOH al 20% y agitamos, colocamos el tubo de ensayo al baño maría durante 20 ó 30 minutos y observamos que la mezcla trascurrido ese tiempo observamos los resultados.

Resultados: 
Observamos que pasado ese tiempo se produce en el tubo e¡de ensayo jabon y debajo de este aceite. 

Baño maría.

                                                               Parte superior: Jabón
                                                               Parte inferior: Aceite. 

• Tinción:

Materiales:
-Dos tubos de ensayo
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático-Aceite
-Tinta china
-Sudán

Técnica:

2 tubos de ensayo se llenan de aceite a 2mL y se añaden 4-5 gotas de sudan III al primer tubo, al segundo 4-5 gotas de tinta china y agitamos los dos y observamos. 

Resultados:  

-Aceite con sudan III: todo el aceite está teñido.

-Aceite con tinta roja: el aceite se ha ido hacia arriba y la tinta roja se ha ido hacia abajo.

• Solubilidad:

Materiales:-Dos tubos de ensayo
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático-Aceite
-Agua
-Acetona

Técnica:

Ponemos aceite en los 2 tubos de ensayo y ponemos en una de ellos 2mL de agua y en el otro disolvente orgánico (Acetona) , agitamos y observamos. 

Resultados: 
-Aceite con agua: el aceite se queda arriba y el agua abajo del tubo de ensayo.

-Aceite con acetona: el aceite y la acetona se mezclan.

• Coagulación de proteínas:

Materiales:
-Tres tubos de ensayo
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático
-Base soporte
-Nuez
-Aro metálico
-Rejilla metálica
-Mechero Bunsen
-Vaso de precipitados
-Ácido clorhídrico (HCl)
-Alcohol etílico

Técnica:

Colocamos 3 tubos de ensayo. Introducimos en ellos 2-3 mL de leche y uno de ellos lo calentamos al baño maría durante 20-30 minutos, a los demás les añadimos 2-3 mL de HCI concentrado y al otro 2-3 mL de alcohol etílico,agitamos los dos últimos y observamos los resultados.

Resultados:

La leche al baño maría y la de alcohol etílico no coagularon mientras la que pusimos HCI si coaguló. 

-1º Tubo de ensayo: Leche muy bien coagulada con HCI. (Derecha) 

-2ª Tubo de ensayo: leche con menos coagulación con alcohol etílico. (Izquierda) 

-Tubos al baño maría: Sin coagulación. 

• Reacciones coloreadas específicas (Biuret):

Materiales:
-Dos tubos de ensayo 
-Gradilla
-Pipetas con pipeteador automático
-Solución de albúmina al 2%
-Sulfato de Cobre (SO4Cu) al 1%
-Hidróxido de Sodio (NaOH) al 20%
-Agua

Técnica:

Colocamos en un tubo de ensayo 3mL de albúmica al 2% y añadimos 4-5 gotas de SO4Cu al 1%, añadimos 3mL de solución de NaOH al 20% y agitamos para que se mezcle bien y observamos.

Resultados:

-Experimento primero sale positivo con un color morado.      

*Experimento control: Realizamos el mismo proceso que anteriormente sustituyendo albúmica por agua. Vemos que nos sale azul por lo tanto nos ha salido negativo. 

Tubo de ensayo derecha.

• Extracción de ADN: 

Materiales: 
-Pinzas.
-Tubo de ensayo.
-Pipeta.
-Disolución tampón (sal, bicarbonato,detergente,agua).
-Papel de filtro.
-Embudo.
-Alcohol etílico.
-Mortero. 

Técnica: 
Cogemos un trozo de riñón de cordero y lo machacamos, después preparamos la disolución tampon. A continuación machacamos y mezclamos el riñón con la disolución tampon y el liquido que nos sale de esa mezcla lo filtramos con papel de filtro y un embudo en un tubo de ensayo.

Cogemos 5mL de ese liquido y lo mezclamos con 7mL de alcohol etílico en un tubo de ensayo,lo dejamos reposar un rato y observamos la extracción de ADN. 

Resultados: 
Observamos como el alcohol etílico ha provocado que hilos se hayan desprendido del riñón machado y podamos ver el ADN de este. 

                                                         Riñón machacado en el mortero.

                                                               
                                                                   Parte superior: alcohol etílico.
                                                                   Parte inferior: riñón machacado.

Plantación. 3º Trimestre.

Germinaciones de girasoles caseros.

Germinación		1-4-14	4-4-14	8-4-14	11-4-14	22-4-14	29-4-14	2-5-14
1		6,5 cm	8,5 cm	10 cm	11 cm	16,5 cm	20 cm	22 cm
2		5,5 cm	8,5 cm	8,5 cm	10 cm	16 cm	19 cm	20 cm
3		2 cm	4 cm	5,5, cm	6 cm	9 cm	12,5 cm	14 cm
4		2,5 cm	5,5 cm	7,5 cm	10 cm	19 cm	22 cm	24 cm
5		3 cm	6 cm	9,5 cm	11 cm	17,5 cm	20 cm	22 cm
6		1,5 cm	5 cm	6 cm	7,5 cm	12 cm	18 cm	18 cm
7		4,5 cm	6 cm	8,5 cm	10,5 cm	20,5 cm	23 cm	24 cm
8		3 cm	5 cm	7 cm	10 cm	18 cm	22 cm	23 cm
9		5 cm	9,5 cm	11,5 cm	13 cm	19,5 cm	22 cm	23 cm
10		5 cm	7 cm	9,5 cm	11 cm	18 cm	22 cm	23 cm
11		5 cm	8 cm	10 cm	11 cm	16,5 cm	20 cm	23 cm
12		4 cm	6 cm	8 cm	10 cm	13,5 cm	16,5 cm	20 cm
	13	0,5 cm	5 cm	10 cm	12,5 cm	16,5 cm	22 cm	24 cm

*He metido una semilla en cada uno de los yogures y en tres de ellos la semilla ha muerto y no ha germinado.